Estudio de la degradación de fenol en sistemas de barros activados

BASILE LA, FIGUEROLA E, ERIJMAN L.

La Plata

Congreso; II Congreso Argentino de Microbiología General - SAMIGE; 2005

SAMIGE

En este trabajo se estudió el enriquecimiento de microorganismos involucrados en la biodegradación de fenol en sistemas de barros activados. Se construyeron cuatro reactores a escala de laboratorio, de un volumen de 800 mL, que fueron sometidos a ciclos diarios de 12.5 horas de llenado con aireación, 10 horas de reacción (sólo aireación), 1 hora de sedimentación y 30 minutos de vaciado. Los reactores fueron alimentados con medio salino, extracto de levadura y peptona, y dos de ellos recibieron en forma suplementaria 80 mg de fenol por día. Sobre alícuotas de la biomasa, extraídas a las 4 horas de comenzada la etapa de llenado, se analizaron los cambios en la estructura de las comunidades bacterianas a nivel del dominio V3 de la subunidad 16S del ARN ribosomal y la actividad enzimática de degradación de fenol. A pesar de que los perfiles obtenidos en geles de gradiente desnaturalizante no mostraron diferencias en la estructura de las comunidades de reactores tratados y reactores control, a nivel de ADNr ni de ARNr (PCR-DGGE y RT/PCR-DGGE, respectivamente), las velocidades de degradación de fenol, determinadas en ensayos en batch, fueron 10 veces mayores para los barros provenientes de los reactores tratados que para los controles. Con el fin de explicar estas diferencias se realizó la puesta a punto de un nuevo sistema de detección cuantitativa del gen de la subunidad mayor de la enzima fenol hidroxilasa (LmPH), responsable del paso limitante de la degradación. Mediante la técnica de PCR en tiempo real se cuantificaron las copias de genes codificantes para LmPH y para las diferentes subclases de baja, mediana o alta constante de saturación media (Ks) de la enzima, utilizando para cada caso primers universales para LmPH y primers específicos para cada subclase (Futamata et al., 2001 AEM 67: 4671). El número de copias totales del gen LmPH (por mg de MLSS) fue de (1.3+0.1) x109 y (3.2+0.4) x109 para los reactores tratados y de (7.3+1.6) x107 y (1.6+0.1) x108 para los controles. Suponiendo una copia del gen LmPH por célula, estos valores representan un porcentaje de bacterias en cada reactor de 8.1% y de 1.0% para reactores tratados y controles, respectivamente (p<<0.001). El enriquecimiento en células capaces de degradar fenol se originó parcialmente por el aumento de genes correspondientes a los grupos de baja Ks (con (2.9+1.4) x105 contra (1.1+0.3) x103 en el control) y de alta Ks (con (6.5+1.2) x107 vs. (6.3+1.5) x106). Sin embargo, la suma de ambos grupos resultó en aproximadamente un orden de magnitud inferior al total de copias del gen LmPH. En conclusión, la utilización de la técnica de PCR en tiempo real permite cuantificar la concentración del gen que codifica para la enzima responsable de la degradación de fenol, siendo capaz de detectar diferencias entre comunidades no evidenciadas por la técnica de DGGE. Sin embargo, los primers para los diferentes grupos de LmPH deben ser reevaluados, ya que una fracción muy importante de bacterias degradadoras de fenol parecen no pertenecer a ninguna de las subclases previamente descriptas.