CONICET | Buscador de Institutos y Recursos Humanos

ESTUDIO ELECTROQUÍMICO DE LA CAPACIDAD ANTIOXIDANTE DE SELENIO, a-TOCOFEROL Y ÁCIDO PIROGÁLICO. Franco A. Bertolinoa*, Eloy Salinas b, Angel A. J. Torrieroa, Luis D. Martineza, Julio Rabaa. a Departamento de Química, Facultad de Química, Bioquímica y Farmacia, Universidad Nacional de San Luis, Chacabuco y Pedernera 5700, San Luis, Argentina. E-mail: bertolin@unsl.edu.ar b Departamento de Bioquímica y Ciencias Biológicas, Facultad de Química, Bioquímica y Farmacia, Universidad Nacional de San Luis, Chacabuco y Pedernera 5700, San Luis, Argentina. E-mail : esalinas@unsl.edu.ar Introducción. Los organismos están continuamente expuestos a múltiples situaciones que generan estrés oxidativo. Estas circunstancias resultan de fuentes endógenas a través de procesos fisiológicos normales como las reacciones oxidativas de la hemoglobina y de las mitocondrias en la respiración celular.[1] Pero también, pueden resultar de fuentes exógenas como la exposición a contaminantes, radiaciones ionizantes y otros factores extremos. El estrés oxidativo es a menudo asociado o conduce a la generación de especies reactivas del oxígeno (ERO), incluyendo los radicales libres. Su cantidad depende no solo de la tasa de generación de radicales libres, sino que también del sistema de defensa antioxidante del organismo, particularmente de la sangre. Una deficiencia en las propiedades antioxidantes conduce al desarrollo de diversos estados patológicos[2],[3]. Debido a que las especies reactivas del oxígeno están fuertemente implicadas en la fisiopatología de enfermedades tales como el cáncer, enfermedades cardíacas, arteriosclerosis, envejecimiento precoz, diabetes mellitus, enfermedades renales, inflamatorias, infecciosas y neurológicas[4]. Existen distintos mecanismos de acción de los antioxidantes en fluidos biológicos. Algunos disminuyen los niveles de productos activos generados por la reducción del oxígeno y otros remueven metales de transición como Fe ó Cu por su capacidad de unirse a las proteínas; conduciendo a la inhibición de las reacciones de los radicales libres[5],[6]. Estos son también eliminados del organismo por su interacción con los antioxidantes. Existen dos clases de antioxidantes: los de bajo peso molecular (a- tocoferoles, ácido pirogálico, selenio (Se), ascorbato, b-caroteno, glutatión, ácido úrico, bilirrubina, etc.) y las proteínas (albúmina, transferrina, ceruloplasmina, ferritina, superóxido dismutasa, catalasa, glutatión peroxidasa, etc.)[7]. Los métodos electroquímicos son de gran importancia y utilidad para la investigación de las propiedades antioxidantes de fluidos biológicos particularmente de sangre, para estimar la capacidad antioxidante total y para clarificar el rol de los antioxidantes en el sistema de defensa[8], [9]. La voltametría cíclica ha sido validada para la cuantificación de antioxidantes de bajo peso molecular de la sangre, plasma, y homogenatos de tejidos[10] y para la medida de la capacidad antioxidante total de pacientes con enfermedad renal crónica durante el proceso de diálisis[11]. Pacientes bajo prolongados períodos de hemodiálisis presentan niveles elevados de estrés oxidativo [12], [13]. Por lo que la investigación de la capacidad antioxidante total es muy importante en estos casos. El propósito de nuestro trabajo es realizar un estudio electroquímico de la capacidad antioxidante de Se, a-tocoferol y ácido pirogálico por considerarlos a estos relevantes dentro de los antioxidantes de bajo peso molecular. Metodología. Se efectuó un estudio electroquímico de la capacidad antioxidante de selenio, a-tocoferol y ácido pirogálico utilizando una técnica potenciométrica como lo es la voltametría cíclica, partiendo de la cupla reversible (O2/ O2.-) en medio aprótico de acetonitrilo (ACN), en una atmósfera saturada de O2 (99.98 %) para lo cual se burbujeó oxígeno directamente dentro de la celda durante 10 minutos. Durante las medidas se mantuvo un corriente de oxígeno sobre la solución de la celda. Los experimentos electroquímicos se realizaron utilizando una estación de trabajo BAS100/W. Para las voltametrías cíclicas se empleó un sistema de tres electrodos: el de trabajo fue de Carbono Vítreo, el contra electrodo un alambre de platino y como electrodo de referencia se utilizó Ag/AgCl/3MNaCl. Las medidas de corriente se realizaron por inmersión de los tres electrodos en 10 ml de ACN que contiene 0,1 M de tetrabutilaminohexafluorofosfato como electrolito soporte. Se evaluó el comportamiento electroquímico de la cupla reversible (O2/ O2.-) frente a las adiciones de cantidades crecientes y conocidas de antioxidantes. Resultados. Se realizaron voltamogramas cíclicos típicos de la cupla O2/O2.-, con concentraciones crecientes de selenio, α-tocoferol y, ácido pirogálico. Se evaluó la capacidad de sustracción de O2.- que presentan los distintos antioxidantes. El pico de oxidación del radical anión superóxido obviamente disminuye con las adiciones de concentraciones crecientes de antioxidante. La Figura 1 muestra los voltamogramas para Se, obteniéndose resultados similares para α-tocoferol y ácido pirogálico. Figura 1. Voltamogramas cíclicos de O2/ O2.- en ACN. Influencia de la adición de concentraciones crecientes de Se sobre la magnitud del pico de corriente. Velocidad de barrido: 50 mV.S-1 La capacidad bloqueante de los antioxidantes estudiados se comparó normalizando los resultados obtenidos de corriente y concentración, de esta manera en la Figura 2 podemos observar el porcentaje de corriente de inhibición de la formación de O2.-, logrado a distintas concentraciones porcentuales de cada uno de los compuestos estudiados. Figura 2. Capacidad de inhibición de la corriente generada por el ion superóxido luego de adiciones sucesivas de antioxidantes. () ác. pirogálico () α-tocoferol () selenio Además se comprobó la acción sinérgica de Se con vitamina E y Se con ác. pirogálico para inhibir la formación de O2.-. Los resultados normalizados de corriente y concentración obtenidos de las mezclas, se pueden observar en la Figura 3. Figura 3. Estudio de la capacidad sinérgica de Se con vit.E y ác. Pirogálico. Expresados como concentración porcentual de Se. () selenio () 2Se:pirogálico () 2Se:vit.E. La investigación sobre el bloqueo o eliminación del ion superóxido es útil para comprender la protección de los sistemas biológicos contra especies reactivas del oxígeno (ERO). En este trabajo se demostró la capacidad de los métodos electroquímicos para evaluar la actividad antioxidante de distintos compuestos. La actividad bloqueante de un antioxidante se evaluó de acuerdo a su IC50 (concentración de antioxidante que produce un 50 % de inhibición de corriente), donde podemos observar que el IC50 para ácido pirogálico fue 3,81 x 10-4 mM, para α-tocoferol fue 3,14 x 10-2 mM y para selenio fue 1,85 mM. Se pudo establecer un sinergismo importante entre selenio y ácido pirogálico donde el IC50 de la mezcla 2Se:Pir fue de 5,12 x 10-1 mM y para 2Se:VitE se obtuvo un IC50 de 8,66 x 10-1 mM . El IC50 en las dos mezclas fue expresado como la concentración de Se. Conclusiones. De acuerdo a nuestros estudios podemos inferir que el ácido pirogálico es un excelente bloqueante de O2.- (IC50=3,81 x 10-4 mM) superando su capacidad bloqueante a α-tocoferol (IC50= 3,14 x 10-2 mM) y a selenio (IC50= 1,85 mM). También podemos observar una importante efecto sinérgico entre selenio y ácido pirogálico, y selenio con vit.E donde se redujo el IC50 a 5,12 x 10-1 y 8,66 x 10-1 mM para la mezcla 2Se:pir y 2Se:vit.E respectivamente. El selenio presenta un efecto antioxidante interesante a bajas concentraciones porcentuales. Referencias [1] B. Halliwell, J.M.C. Gutteridge, Protecting against oxidants in biological systems: the superoxide theory of oxygen toxicity in free radical in biology and medicine, Clarendon Press, Oxford, 1989, pp 86179. [2] S. Parthasarathy, N. Santanam, N. Auge, Biochem. Pharmacol. 56 (1998) 279. [3] T. Ozben, Free radicals, oxidative stress and antioxidants: pathological and physiological significance, Akdeniz University, Antalya, 1998. [4] R. Kohen, S. Chevion, R. Schartzand, E.M. Berry, Cell Pharmacol. 3 (1996) 355. [5] M. Chevion, Free Radical Biol. Med. 5 (1988) 27. [6] J. Muchova, I. Garaiova, M. Sustrova, S. Hruskova, Z. Durackova, Chem. Pap.-Chem. Zvesti 52 (1998) 537. [7] C. Rice-Evance, N.J. Miller, Meth. Enzymol. 234 (1994) 279. [8] M.E. Johll, D.C. Johnson, Electroanalysis 11 (1999) 534. [9] O. Dangles, C. Dufour, S. Bret, J. Chem. Soc. Perkin Trans. 2 (1999) 737. [10] S. Chevion, V.A. Roberts, M. Chevion, Free Radical Biol. Med. 28 (2000) 860. [11] J. Psotova, J. Zahalkova, J. Hrbac, V. Simanek, J. Bartek, Biomed. Pap. Med. Fac. Univ. Palacky Olomouc Czech. Repub. 145 (2001) 81. [12] F. Galli, F. Ganestrari, U. Buoncristiani, Blood Purif. 17 (1999) 79. [13] G.M. Gerardi, M. Usberti, G. Martini, Clin. Chem. Lab. Med. 40 (2002) 104.

enviar mensaje