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Las b-carbolinas (bCs) son un grupo de compuestos heterocíclicos nitrogenados derivados del 9H-pirido[3,4-b]indol o norharmano (Esquema 1). Estos alcaloides forman parte de los componentes normales de una gran variedad de sistemas biológicos (animales, plantas, insectos, etc.). Diferentes estudios sugieren la participación de las bCs en un gran número de procesos biológicos, como así también, en diferentes patologías (trastornos neurológicos1, tumores2, etc.). En particular, en algunos de estos procesos la radiación es el factor desencadenante. El efecto de la radiación puede ser consecuencia de la absorción directa de la misma (luz UV-C y UV-B, λ<320 nm) por parte de la molécula blanco3,4. Sin embargo, la luz UV-A (320-400 nm) también es responsable de daño sobre diferentes biomoléculas (ADN, nucleótidos, aminoácidos, etc.) a pesar de que éstas no absorben en esa región del espectro electromagnético. Estos procesos de daño indirecto por parte de la radiación incidente se denominan procesos fotosensibilizados3,4. En ellos, una molécula (denominada fotosensibilizador) absorbe la radiación incidente y, consecuentemente, se produce el daño en la biomolécula (o molécula blanco). Esta acción indirecta puede estar mediada por fotosensibilizadores endógenos y exógenos. El daño indirecto producido en la molécula blanco tiene lugar siguiendo diferentes mecanismos de reacción. Los principales procesos de daño involucran la transferencia de electrones o la abstracción de hidrógeno (mecanismo Tipo I) y/o la producción de oxígeno singlete (1O2) (mecanismo Tipo II)5. Recientemente, se ha demostrado que el norharmano es capaz de fotoinducir daño en ADN plasmídico bajo condiciones de irradiación con luz UV-A (350 nm)6. Si bien en este trabajo se logró dilucidar el mecanismo principal de daño (i.e., vía transferencia electrónica), queda aún por esclarecer si existen o no sitios preferenciales de reacción (i.e., con una base nitrogenada específica, etc). En este contexto, en nuestro laboratorio se están llevando adelante estudios in vitro con el objeto de analizar la capacidad fotosensibilizadora de β-carbolinas sobre desoxirribonucleótidos. En primera instancia, se iniciaron estudios en solución acuosa usando norharmano como fotosensibilizador y 2´-desoxiadenosina-5´-monofosfato (dAMP) como molécula blanco. Se eligió norharmano como fotosensibilizador por varias razones. En primer lugar, representa el núcleo o estructura química principal presente en todas las β-carbolinas. Por otra parte, hemos demostrado que tiene una eficiencia extremadamente baja de producir Especies Reactivas de Oxígeno (EROs)7,8. Esto permite simplificar el sistema de análisis porque en la reacción de fotosensibilización que tenga lugar, los mecanismos de daño vía EROs van a estar considerablemente disminuidos, siendo la principal vía de reacción el mecanismo Tipo I. Por su parte, como molécula blanco se utilizó dAMP porque se ha demostrado que la reactividad de este nucleótido con EROs (fundamentalmente con oxígeno singlete) es extremadamente baja, siendo las reacciones de transferencia de electrones la principal vía de reacción9. En el presente trabajo se describe, por primera vez, el daño fotosensibilizado que sufre dAMP al ser irradiado con luz UV-A, 350 nm en presencia de norharmano. Se evaluó el efecto del pH, no sólo sobre interacción entre ambas moléculas (normarmano y dAMP), sino también sobre las propiedades fotosensibilizadoras de norharmano. La interacción norharmano-dAMP se evaluó por técnicas de fluorescencia (tanto en estado estacionario como resueltas en el tiempo), así como también por RMN-1H 1D y 2D. Las soluciones irradiadas se analizaron por HPLC, UV-LDI-TOF-MS y ESI-MS. Los resultados obtenidos muestran que, en presencia de norharmano y luz de 350 nm, dAMP sufre cambios estructurales incorporando átomos de oxígeno en su molécula. Estas observaciones son coincidentes con estructuras derivadas de la 8-oxo-adenosina, un producto típico de fotooxidación de dAMP. Referencias. 1- W. Kuhn, T. Muller, H. Große and H. Rommelspacher, J. Neural Transm., 1996, 103, 1435-1440. 2- C de Meester, Mut. Res., 1995, 339, 139-153. 3- J.-L. Ravanat, T. Douki and J.Cadet, J. Photochem. Photobiol., B, 2001, 63, 88-102. 4- J. Cadet, E. Sage and T. Douki, Mutat. Res., 2005, 571, 3-17. 5- C. S. Foote, Photochem. Photobiol., 1991, 54, 659. 6- M. M. Gonzalez, M. Pellon-Maison, M.A. Ales-Gandolfo, M. R. Gonzalez-Baró, R. Erra-Balsells and F. M. Cabrerizo, Org. Biomol. Chem., 2010, 8, 2543-2552. 7- M. M. Gonzalez, M. L. Salum, Y. Gholipour, F. M. Cabrerizo and R. Erra-Balsells Photochem. Photobiol. Sci., 2009, 8, 1139-1149. 8- M. M. Gonzalez, J. Arnbjerg, M. P. Denofrio, R. Erra-Balsells, P. R. Ogilby and F. M.Cabrerizo, J Phys Chem A., 2009,113, 6648-6656. 9- G. Petroselli, R. Erra-Balsells, F. M. Cabrerizo, C. Lorente, A. L. Capparelli, A. M. Braun, E. Oliveros and A. H. Thomas, Org. Biomol. Chem., 2007, 5, 2792-2799.

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