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Introducción: El control de las parasitosis gastrointestinales es fundamental en la producción ganadera, Sin embargo, el desarrollo de la resistencia a los antihelmínticos amenaza la sustentabilidad de diferentes producciones. La evaluación de la eficacia y potencial resistencia de los nematodos gastrointestinales se basa principalmente en técnicas in vivo como el Test de Reducción del Conteo de Huevos (TRCH) y el Test de Eficacia Controlada (TEC) (Coles et al. 1992; Wood et al. 1995). Estas técnicas presentan buena sensibilidad cuando el porcentaje de RA de la población de parásitos es mayor al 25 % (Martin et al. 1989). En los últimos años se han desarrollado diferentes técnicas de diagnóstico de resistencia in vitro, dentro de ellas el Test de inhibición de la motilidad larval (TIML). Dichas técnicas presentan mayor sensibilidad que las técnicas in vivo y se propusieron como una herramienta útil para el diagnóstico temprano de resistencia. Este trabajo tuvo como objetivo caracterizar mediante el TIML la actividad in vitro de ivermectina contra aislamientos de campo de H. contortus resistentes y susceptibles.Materiales y Métodos: La técnica fue una modificación a la originalmente descripta por Demeler et al. (2010). Se utilizaron soluciones madre a partir del producto comercial de referencia. Las concentraciones finales de IVM fueron desde 5 ng/ml a 550 ng/ml, rangoque comprende a los hallados en plasma, contenido abomasal y H. contortus luego del tratamiento con IVM en ovinos (0,2 mg/Kg) (Lloberas et al. 2012). Las L3 se obtuvieron a partir de animales infestados experimentalmente con un aislamiento de H. contortus resistente (R8) y otro de H. contortus susceptible (CEDIVE). Se evaluaron ocho concentraciones de droga, con 6 repeticiones por concentración en cada placa y por duplicado. A su vez se realizaron 4 pruebas completas para cada aislamiento. Se calculó el porcentaje de inhibición de la migración según la fórmula: % de inhibición: (Número de larvas no migradas/Número total de larvas) * 100. Los datos se ajustaron a una curva dosis respuesta mediante una regresión no lineal utilizando el programa GraphPad Prism. Se calculó la dosis inhibitoria 50 (DI50), la dosis inhibitoria 90 (DI90) y el intervalo de confianza al 95 % (IC 95 %), para cada aislamiento y el factor de resistencia (FR) (promedio de la DI50 de la cepa resistente/ promedio de la DI50 para la cepa susceptible). Resultados: Para cada aislamiento se obtuvo una curva dosis-respuesta con una bondad de ajuste entre 90 y 97 % (FIGURA 1). El coeficiente de variación fue menor a 20%. Se encontraron diferencias significativas (p ≤ 0,05) en la respuesta a la dosis de IVM entre las poblaciones susceptibles y resistentes. Los parámetros obtenidos del análisis de las curvas dosis respuesta se muestran en el CUADRO 1. El FR fue de 20,6. La comparación de las DI50 y DI90 de HC resistente versus DI50 y DI90 de HC susceptible arrojó diferencia significativa (p ≤ 0,05).CUADRO 1: Parámetros obtenidos de las curvas dosis-respuesta. DI50: dosis inhibitoria 50; DI90: dosis inhibitoria 90; ES: error standard; r2: porcentaje de determinación. * diferencia estadística (p ≤ 0,05).Discusión: El valor obtenido para la DI50 del aislamiento resistente mostró valores comparables a los obtenidos por Demeler et al. (2010). Las curvas dosis- respuesta (r = 94 y 95 %) y la DI50 para IVM tuvieron una diferencia significativa (p ≤ 0,05) entre el aislamiento susceptible y resistente. Se observó que la diferencia es más marcada cuando se comparan la DI 90, demostrando que a valores de inhibición cercanos a los utilizados con los test in vivo, la diferencia entre aislamientos es más notoria El factor de resistencia fue significativamente mayor (FR: 20,1) a los obtenidos por otros autores.Conclusiones: El TIML resulto ser una prueba eficaz para establecer diferencias entre aislamientos susceptibles y resistentes. Sin embargo, existe un importante número de factores que influyen en los resultados de la prueba y se observa una dificultad en reproducir los mismos. En este contexto resulta difícil que con los avances actuales esta técnica sea utilizada para reemplazar el TRCH que se realiza in vivo para diagnosticar la resistencia antiparasitaria.