Impacto de las modificaciones redox sobre el perfil metabólico durante la imbibición de ejes embrionarios de maíz

CJ MORATTO; LB PENA

Buenos Aires

Congreso; 3er Congreso Argentino de Estudiantes de Farmacia, Bioquímica y Biotecnología; 2019

Impacto de las modificaciones redox sobre el perfil metabólico durante la imbibición de ejes embrionarios de maízCamila J. Moratto, Liliana B. Pena. Cátedra de Química Biológica Vegetal, Facultad de Farmacia y Bioquímica, Universidad de Buenos Aires.IntroducciónLa germinación de la semilla es el paso inicial de crecimiento y desarrollo de las plantas. El proceso de germinación comienza con la absorción de agua por la semilla seca (imbibición), seguida por la expansión del embrión y termina cuando la radícula sobresale (germinación visible). Se ha establecido que un nivel basal de especies activas del oxígeno (EAO) juega un papel fundamental durante este proceso. Sin embargo, la acumulación de EAO en respuesta a perturbaciones ambientales inhibe severamente la germinación de las semillas y el crecimiento de plántulas. La acción directa de las EAO sobre el proteoma genera modificaciones post-traduccionales de tipo oxidativo (Pena et al., 2012). En este contexto, las reacciones de oxidación y reducción de las proteínas o su degradación adquieren un rol decisivo en el metabolismo celular, donde controlar la homeostasis de las proteínas es crucial para la aclimatación de las plantas a condiciones ambientales cambiantes. El cadmio es un contaminante antropogénico, y si bien es un metal redox inactivo el desequilibrio redox celular se encuentra muy asociado con su toxicidad. ObjetivosEl objetivo del presente trabajo fue evaluar en el eje embrionario (por ser el sitio de desarrollo en la semilla) durante la imbibición el impacto de las modificaciones del estado redox celular sobre el perfil metabólico. MetodologíaSe aislaron ejes embrionarios de Zea mays L (maíz) variedad Chalqueño, se esterilizaron 2 minutos con 0.5% de Cl2 activo y se lavaron con abundante agua estéril. Se incubaron a 24 ºC en oscuridad hasta un máximo de 48 h en placas de Petri sobre papel Whatman Nº 1 humedecido con una solución 2% sacarosa, 10 mM MgCl2 y 50 mM KCl en 50 mM Tris-HCl pH 7,6 (Control). Como factor de estrés se utilizó 10 µM CdCl2, 0,5 µM metilviológeno (MV, conocido generador de O2-) o 1 mM H2O2 agregados a la solución de imbibición. Los extractos de proteínas que se usaron para las determinaciones que se detallan en el siguiente párrafo se prepararon homogeneizando 0,10 g de material vegetal en 1,0 mL de solución amortiguadora 50 mM fosfato de potasio (pH 7,4), 1 mM EDTA, 0,5% (v/v) Triton X-100, y 1% p/v de polivinilpirrolidona (PVP) para remover interferencias de compuestos fenólicos (Loomis y Battaile, 1966) a 4 ºC. Los homogenatos se centrifugaron a 15.000 r.p.m. durante 20 min a 4°C. La concentración de proteínas totales solubles se evaluó por el método de Bradford (1976) usando albúmina como solución patrón.Se determinaron las actividades de proteasas (ácidas, neutras y alcalinas) (Weckenmann and Martin, 1984), fenilalanina amonio liasa (PAL) (Vera et al., 2011), superóxido dismutasa (SOD) (Beyer and Fridovich, 1987), catalasa (CAT) (Chance, Sies and Boveris, 1979), ascorbato peroxidasa (APX) (Nakano and Asada, 1981) y guaiacol peroxidasa (GPX) (Maehly and Chance 1954). El perfil de metabolitos a las 24 y 48 h de imbibición se realizó por 1H-RMN a partir de extractos metanólicos (Galeano et al., 2018). Resultados alcanzadosEl perfil de las actividades antioxidantes se determinó a las 18, 24 y 48 h, si bien presenta diferencias para cada tratamiento, en todos los casos indican un desequilibrio redox que se acrecienta con el tiempo de imbibición. Los tratamientos acumularon aminoácidos a las 24 h (tirosina, valina, isoleucina, leucina) y a las 48 h (isoleucina, ácido aspártico, ácido glutámico y prolina) que podría estar asociada a un incremento en la proteólisis. La disminución de glucosa y ácido succínico fue común para Cd y MV a las 48 h. Mientras que entre Cd y H2O2 fue común el incremento de alanina, ácido succínico y treonina a las 24 h y de ácido málico a las 48 h. Interesantemente, se observa un incremento de rafinosa compartido por el Cd y el H2O2 que podría ser indicativa de su rol contra el daño inducido por esta especie oxidativa.ConclusionesLos resultados obtenidos suman información que permitirá comprender los eventos bioquímicos, relacionados de forma lejana con la expresión génica y el metabolismo primario, que mantienen la viabilidad de la semilla en condiciones ambientales adversas para el crecimiento vegetal. En conclusión, el desequilibrio redox celular alteró el módulo metabólico de los aminoácidos (compartido por los tres factores de estrés utilizados), mientras que cada factor modificó además el módulo de los azúcares y ácidos orgánicos.BibliografíaBeyer, W.F., Fridovich, I. (1987). Assaying for superoxide dismutase activity: Some large consequences of minor changes in conditions. Analytical Biochemistry 161, 559-566Bradford, M.M. (1976). A rapid and sensitive method for the quantitation of microgram quantities of protein utilizing the principle of protein-dye binding. Analytical Biochemistry 72, 248-254.Chance, B., Sies, H., Boveris, A. (1979). Hydroperoxide metabolism in mammalian organs. Physiological Reviwers 59, 527-605. Galeano, P., Leal, M.C., Ferrari, C.C., Dalmasso, M.C., Martino Adami, P.V., Farías, M.I., Casabona, J.C., Puntel, M., Do Carmo, S., Smal, C., Arán, M., Castaño, E.M., Pitossi, F.J., Cuello, A.C., Morelli, L. (2018). Chronic hippocampal expression of notch intracellular domain induces vascular thickening, reduces glucose availability, and exacerbates spatial memory deficits in a rat model of early Alzheimer. Molecular Neurobioogy 55(11), 8637-8650.Loomis, W.D., Battaile, J. (1966). Plant phenolic compounds and the isolation of plant enzymes. Phytochemistry 5(3), 423-438.Maehly, A.C., Chance, B. (1954). The assay of catalase and peroxidase. Methods of Biochemical Analysis 1, 357-424. Nakano, Y., Asada, K. (1981). Hydrogen peroxide is scavenged by ascorbate-specific peroxidase in spinach chloroplasts. Plant and Cell Physiology 22(5) 867-880. Pena, L.B., Azpilicueta, C.E., Benavides, M.P., Gallego, S.M. (2012). En: Metal toxicity in plants: Perception, Signalling and Remediation. Springer Heidelberg.Vera, J., Castro, J., González, A., Barrientos, H., Matsuhiro, B., Arce, P., Zuñiga, G., Moenne, A. (2011). 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